วิธีทำ 2D Gel Electrophoresis: การแยกโปรตีนในสองมิติสำหรับ Proteomics
การเกิดแถบเปื้อน (horizontal streaking) จุดซ้อนทับกัน หรือการสูญเสียโปรตีนที่มีความเข้มข้นต่ำ ทำให้เสียทั้งตัวอย่างและเวลา ความล้มเหลวส่วนใหญ่ในการทำ 2D electrophoresis มักมีสาเหตุมาจากเกลือส่วนเกิน การเตรียมแถบเจล (strip) ไม่เหมาะสม หรือลำดับการทำ reduction และ alkylation ที่ผิดพลาด บทความนี้จะแนะนำขั้นตอนการทำ 2D gel electrophoresis proteomics ในทุกระยะ เพื่อให้คุณสามารถสร้างแผนที่โปรตีนสองมิติที่สะอาด ทำซ้ำได้ และพร้อมสำหรับการเลือกจุด (spot picking) หรือวิเคราะห์ด้วย MS
ทำไม 2D gel electrophoresis proteomics ถึงสำคัญและควรใช้เมื่อใด
การแยกโปรตีนตามขนาดด้วย SDS-PAGE แบบมาตรฐานมักทำให้โปรตีนกลุ่มไอโซฟอร์ม (isoforms) และความแปรผันของประจุถูกบีบรวมอยู่ในแถบเดียวกัน แต่การทำ 2D gel electrophoresis proteomics จะแยกโปรตีนโดยแบ่งตามจุดไอโซอิเล็กทริก (isoelectric point; IEF) ก่อน แล้วจึงตามด้วยมวลโมเลกุล (SDS-PAGE) ผลลัพธ์ที่ได้คือแผนที่เชิงพื้นที่ที่แต่ละจุดสามารถบ่งบอกถึงรูปแบบโปรตีนที่แตกต่างกัน การดัดแปลงหลังการแปลรหัส (post-translational modification) หรือผลิตภัณฑ์จากการตัดสายโปรตีน
เลือกใช้ 2D electrophoresis เมื่อต้องการแผนที่เชิงปริมาณสำหรับงานวิจัยการแสดงออกของโปรตีนที่แตกต่างกัน การเปรียบเทียบคุณภาพ หรือเพื่อนำไปสู่การตัดจุดโปรตีนสำหรับการวิเคราะห์ด้วย Mass Spectrometry วิธีนี้ช่วยส่งเสริม workflow ของ Electrophoresis & Western Blot โดยเผยให้เห็นความแปรผันของประจุและไอโซฟอร์มก่อนการ transfer
หลีกเลี่ยงการใช้ 2D ในกรณีที่เป็นโปรตีนที่ละลายน้ำได้ยากมากหรือเมื่อมีตัวอย่างจำกัด ในกรณีเหล่านี้ การเพิ่มความเข้มข้นแบบจำเพาะเจาะจงหรือการใช้ LC-MS จะเป็นทางเลือกที่เหมาะสมกว่า
สิ่งที่ต้องเตรียม: อุปกรณ์ สารเคมี และอุปกรณ์ความปลอดภัย
รายการอุปกรณ์
- ถาด rehydration สำหรับ IPG strip และฝาปิด — ช่วยวางแถบเจลให้ราบระหว่างการทำ rehydration แบบ passive หรือ active
- แหล่งจ่ายไฟ IEF และแท่นโฟกัส — ควบคุมการเพิ่มแรงดันไฟฟ้าและจำกัดกระแสไฟฟ้าต่อแถบ
- ระบบ SDS-PAGE — ช่องสำหรับการแยกมิติที่สองที่เข้ากันได้กับรูปแบบเจลของคุณ
- เครื่องเขย่าแบบควบคุมอุณหภูมิ — ช่วยให้การรักษาสมดุลและการย้อมสีเป็นไปอย่างทั่วถึง
- เครื่องสแกนเจลหรือเครื่องตรวจวัดฟลูออเรสเซนซ์ — ที่มีการสอบเทียบเพื่อให้ได้ภาพเชิงปริมาณที่แม่นยำ
- ถาดที่มีค่าฟลูออเรสเซนซ์ต่ำ — ช่วยลดพื้นหลังเมื่อใช้สีย้อมประเภทฟลูออเรสเซนซ์
สารเคมีและวัสดุสิ้นเปลือง
| สารเคมี / วัสดุสิ้นเปลือง | ความเข้มข้นหรือรูปแบบทั่วไป | บทบาทใน Workflow |
|---|---|---|
| Urea | 7 to 8 M | สารหลักในการทำให้โปรตีนเสียสภาพในบัฟเฟอร์ rehydration |
| Thiourea | 2 M | ช่วยเพิ่มการละลายของโปรตีนที่มีความชอบน้ำต่ำ |
| CHAPS | 2 to 4% | สารลดแรงตึงผิวชนิด zwitterionic; ใช้งานร่วมกับ IEF ได้ |
| Ampholytes | 0.5 to 2% | คงค่า pH gradient ให้คงที่ระหว่างทำ IEF |
| DTT | 65 mM (lysis), 65 mM (equilibration step 1) | ลดพันธะไดซัลไฟด์ |
| Iodoacetamide | 135 mM (equilibration step 2) | Alkylates สาร thiols อิสระเพื่อป้องกันการเกิด oxidation ซ้ำ |
| IPG strips | Defined pH range (e.g., 3–10, 4–7) | เมทริกซ์สำหรับการแยกในมิติแรก |
| Mineral oil | Overlay quantity | ป้องกันการระเหยระหว่างการทำ rehydration และ IEF |
| Sealing agarose | 0.5% in running buffer | ยึดแถบ IPG strip เข้ากับเจล SDS-PAGE |
| Tris-glycine SDS running buffer | Standard Laemmli formulation | บัฟเฟอร์สำหรับการทำ electrophoresis มิติที่สอง |
| Bromophenol blue | Trace | ติดตามการเคลื่อนที่ของสีระหว่างการรันมิติที่สอง |
สำหรับเจลและบัฟเฟอร์ในการทำโปรตีนอิเล็กโทรฟอเรซิส ทั้ง Merck/Sigma-Aldrich และ TCI มีส่วนประกอบระบบ Laemmli ที่ช่วยให้คุณเตรียมบัฟเฟอร์ที่มีสูตรมาตรฐาน ช่วยลดความแปรปรวนระหว่างชุดการทดลอง
ควรใช้ Internal standard โดยผสมโปรตีนอ้างอิงหรือโปรตีนที่แสดงออกคงที่ลงในทุกเจล เพื่อให้คุณสามารถปรับค่าปริมาณจุดโปรตีนสำหรับการเปรียบเทียบเชิงปริมาณระหว่างเจลได้
ข้อกำหนดด้านความปลอดภัย
Acrylamide monomer เป็นสารพิษต่อระบบประสาทและเป็นสารก่อมะเร็ง ควรจัดการด้วยถุงมือไนไตรล์และอุปกรณ์ป้องกันดวงตาเสมอ DTT และ iodoacetamide เป็นสารระคายเคืองต่อผิวหนังและดวงตา ควรปฏิบัติงานในพื้นที่ที่มีการระบายอากาศดี กำจัดขยะที่เกิดจากการย้อมด้วยเงิน (silver stain) ตามระเบียบข้อบังคับการจัดการขยะโลหะหนักในพื้นที่ของคุณ
เตรียมและทำความสะอาดตัวอย่างโปรตีนสำหรับ IEF
- ทำลายเซลล์ (Lyse) ตัวอย่างบนน้ำแข็งใน lysis buffer ที่เตรียมใหม่: 7 M urea, 2 M thiourea, 4% CHAPS, 65 mM DTT และ 0.5 ถึง 2% ampholytes พร้อมเติมสารยับยั้ง protease และ phosphatase ทันที
- ทำให้สารละลายใส (Clarify) โดยการหมุนเหวี่ยงที่ 14,000 ถึง 20,000 × g เป็นเวลา 15 นาทีที่อุณหภูมิ 4°C ถ่ายส่วนใส (supernatant) ลงในหลอดใหม่และทิ้งตะกอน
- กำจัด เกลือ ลิพิด และกรดนิวคลีอิกออกโดยใช้การตกตะกอนด้วย TCA/acetone หรือชุดทำความสะอาด 2D cleanup สิ่งปนเปื้อนเหล่านี้จะทำให้เกิดการเปื้อนในแนวนอนระหว่างทำ IEF จึงต้องกำจัดออกก่อนทำการโหลดตัวอย่าง
- ทำให้แห้ง ตะกอนที่ตกได้ภายใต้กระแสไนโตรเจนเบาๆ หรือทิ้งไว้ในอากาศไม่เกิน 5 นาที การทำให้แห้งมากเกินไปจะทำให้ละลายตะกอนใหม่ได้ยาก
- ละลายตะกอนใหม่ (Resolubilise) ในบัฟเฟอร์ rehydration ที่เตรียมใหม่และปั่นผสมเบาๆ หมุนเหวี่ยงที่ 10,000 × g เป็นเวลา 5 นาทีเพื่อกำจัดวัสดุที่ไม่ละลาย
- หาปริมาณโปรตีน โดยใช้ assay ที่เข้ากันได้กับสารลดแรงตึงผิว (เช่น วิธี Bradford หรือ 2D-Quant ที่ปรับแต่ง) ปรับความเข้มข้นให้ได้ 1 ถึง 5 µg/µL สำหรับเจลวิเคราะห์
- กำหนดปริมาตรสุดท้าย: เตรียมตัวอย่าง 200 ถึง 300 µL ในบัฟเฟอร์ rehydration ต่อ 13 cm IPG strip สำหรับเจลวิเคราะห์ ให้ใช้โปรตีนรวม 50 ถึง 150 µg และสำหรับเจลที่ต้องการเลือกจุดโปรตีน ให้โหลด 300 ถึง 800 µg
เคล็ดลับการเตรียมตัวอย่าง
- แช่หลอด อุปกรณ์บด และโรเตอร์ของเครื่องหมุนเหวี่ยงให้เย็นก่อนเริ่มงานเพื่อจำกัดการย่อยโปรตีน
- หลีกเลี่ยงบัฟเฟอร์ที่มีเกลือ เช่น PBS หรือ RIPA การตกค้างของเกลือเป็นสาเหตุที่พบบ่อยที่สุดของความล้มเหลวในการทำ IEF
- หากมีกรดนิวคลีอิกสูง (เช่น ใน lysate ของแบคทีเรีย) ให้เติม benzonase หรือใช้อัลตราซาวด์เบาๆ บนน้ำแข็งก่อนนำไปทำให้ใส
- ตรวจสอบความใสของ lysate ด้วยตา หากตัวอย่างขุ่นแสดงว่ากำจัดลิพิดหรือเศษซากเซลล์ไม่หมด
- ทำงานให้เร็ว: เมื่อโปรตีนอยู่ใน urea buffer แล้ว ควรเก็บตัวอย่างในที่เย็นเพื่อลดการเกิด carbamylation
ทำ Rehydration แถบ IPG Strip และทำ Isoelectric Focusing
การเลือกช่วง pH
เลือกช่วง pH ของ IPG strip ตามความซับซ้อนของโปรตีนเป้าหมายและค่า pI ที่คาดหวัง ใช้ช่วง pH 3–10 สำหรับการสำรวจโปรตีนแบบกว้าง pH 4–7 สำหรับโปรตีนในไซโทซอล หรือแถบช่วงแคบ (เช่น 4.5–5.5) เพื่อแยกไอโซฟอร์มที่มีค่าใกล้กัน
หากคุณไม่คุ้นเคยกับตัวอย่าง ให้ลองทดสอบสองช่วง pH ควบคู่กัน ซึ่งจะช่วยให้ทราบว่าโปรตีนที่สนใจอยู่ที่ขอบของแถบหรือไม่ เนื่องจากพื้นที่ดังกล่าวจะถูกบีบอัดและลดความละเอียดลง
การทำ Rehydration แบบ Passive และ Active
- ปิเปต 200 ถึง 300 µL ของบัฟเฟอร์ rehydration ที่มีโปรตีนลงในช่องถาดวาง IPG strip
- วาง แถบ IPG strip โดยคว่ำด้านเจลลงบนบัฟเฟอร์ ระวังไม่ให้เกิดฟองอากาศใต้แถบ
- ปิดทับ แถบด้วยน้ำมันแร่ (mineral oil) จนมิดเพื่อป้องกันการระเหยและการตกผลึกของ urea
- ทำ Rehydration แบบ passive เป็นเวลา 10 ถึง 16 ชั่วโมงที่อุณหภูมิห้อง สำหรับการเพิ่มการดูดซึมโปรตีนมวลโมเลกุลสูง ให้ใช้กระแสไฟฟ้า 30 ถึง 50 V ในช่วง 2 ถึง 4 ชั่วโมงแรก (active rehydration)
การรัน IEF
- ย้าย แถบที่ทำ rehydration แล้วไปที่แท่น IEF โดยคว่ำด้านเจลลง และใช้กระดาษซับที่ชุบน้ำปราศจากไอออนที่ปลายแต่ละด้าน
- ตั้งค่า การจำกัดกระแสไฟฟ้าที่ 50 µA ต่อแถบ และอุณหภูมิ 20°C
- โปรแกรม การเพิ่มแรงดันไฟฟ้าแบบขั้นบันได: 200 V เป็นเวลา 1 ชม., 500 V เป็นเวลา 1 ชม., 1,000 V เป็นเวลา 1 ชม., จากนั้นปรับเป็น gradient ramp ไปที่ 8,000 V ทำต่อไปจนครบ 50 ถึง 60 kVh สำหรับแถบ 13 cm
- ตรวจสอบ กระแสไฟฟ้าในระหว่างรัน; กระแสไฟฟ้าต่ำและคงที่เมื่อสิ้นสุดแรงดันไฟฟ้าบ่งบอกว่าการโฟกัสเสร็จสมบูรณ์
- นำแถบออก ทันทีหลังจากเสร็จสิ้น หรือห่อด้วยพลาสติกฟิล์มให้แน่นและเก็บที่ 4°C ได้ไม่เกิน 24 ชั่วโมง
Equilibrate แถบเจล, รัน SDS-PAGE, ย้อมสี และถ่ายภาพจุดโปรตีน
การทำ Equilibration: การรีดิวซ์ (reduction) แล้วทำ alkylation
- เตรียม บัฟเฟอร์สำหรับ equilibration: 6 M urea, 30% glycerol, 2% SDS, 50 mM Tris-HCl pH 8.8, bromophenol blue เล็กน้อย
- ทำ Reduction โดยแช่แถบที่โฟกัสแล้วในบัฟเฟอร์ equilibration ที่ผสม 65 mM DTT เขย่าเบาๆ 10 ถึง 15 นาทีที่อุณหภูมิห้อง
- ทำ Alkylation โดยย้ายแถบไปแช่ในบัฟเฟอร์ equilibration ใหม่ที่มี 135 mM iodoacetamide บ่ม 10 ถึง 15 นาทีในที่มืด ลำดับนี้ (DTT ก่อน, iodoacetamide ทีหลัง) ห้ามสลับกันเด็ดขาด เพราะหากสลับกันจะทำให้เกิด free cysteines ที่สร้างจุดหลอกขึ้นมาได้
- ซับ บัฟเฟอร์ส่วนเกินออกจากขอบแถบด้วยกระดาษกรองก่อนนำไปวางบนเจล SDS-PAGE
การรัน SDS-PAGE มิติที่สอง
- เลือก เปอร์เซ็นต์เจลตามช่วงมวลโมเลกุลเป้าหมาย: 10% สำหรับช่วง 20 ถึง 100 kDa, 12% สำหรับ 10 ถึง 70 kDa หรือ gradient gel สำหรับช่วงที่กว้างกว่า
- วาง แถบที่ผ่าน equilibration แล้วบนเจล SDS-PAGE โดยให้ด้านพื้นผิวเจลหันเข้าหา resolving gel จัดวางให้ตรงตลอดความกว้างเพื่อป้องกันการเกิดรอยโค้ง (smiling)
- ยึด แถบให้อยู่กับที่ด้วย agarose 0.5% ใน SDS running buffer ที่มีสี bromophenol blue เล็กน้อย ปล่อยให้ agarose แข็งตัวก่อนเริ่มรัน
- โหลด Protein Markers ในช่องข้างเคียงเพื่อใช้เป็นตัวอ้างอิงมวลโมเลกุล การใช้ Protein Markers ที่ผ่านการตรวจสอบแล้วจะช่วยให้ระบุมวลได้แม่นยำเมื่อนำจุดที่ตัดออกมาวิเคราะห์ด้วย MS
- รัน ที่ 10 ถึง 20 mA ต่อเจล หรือแรงดันคงที่ 150 ถึง 200 V จนกระทั่งสีวิ่งไปถึงขอบล่างของเจล รักษาอุณหภูมิในถังให้เป็นอุณหภูมิห้องหรือ 4°C สำหรับตัวอย่างที่ไวต่ออุณหภูมิ
การย้อมสีและการถ่ายภาพ
ตรึงโปรตีนบนเจลด้วย 50% เมทานอล, 10% กรดอะซิติก เป็นเวลา 30 ถึง 60 นาที ก่อนย้อมสีเพื่อป้องกันการกระจายของจุดโปรตีน การเลือกสีย้อมส่งผลโดยตรงต่อความไวในการตรวจวัดและสิ่งที่คุณสามารถทำกับจุดเหล่านั้นในภายหลัง
| ประเภทสีย้อม | ความไวในการตรวจวัด | ช่วงเชิงเส้น | เข้ากันได้กับ MS? | เวลาการย้อมสีทั่วไป |
|---|---|---|---|---|
| Coomassie Brilliant Blue R-250 (CBB R-250) | ~100–250 ng/spot | ปานกลาง | ใช่ | ย้อม 1 ชม.; ล้างสีออกหลายรอบ |
| Colloidal Coomassie | ~10–50 ng/spot | กว้าง | ใช่ (แนะนำ) | ย้อมข้ามคืน; ล้างเร็วๆ |
| Silver stain | ~1–10 ng/spot | แคบ | เฉพาะชุดคิทที่รองรับ MS | รวม 1 ถึง 2 ชม. |
| Fluorescent stain (e.g., SYPRO Ruby) | ~1–10 ng/spot | กว้าง (3 ลำดับชั้น) | ใช่ | ข้ามคืนหรือโปรโตคอลด่วน |
โปรโตคอลการย้อมสี Coomassie Brilliant Blue R-250 ของ TCI ใช้ 0.25% CBB R-250 ใน 50% เมทานอล และ 10% กรดอะซิติก พร้อมน้ำยาล้างสีที่เข้ากัน ให้แถบสีที่แยกชัดเจนหลังจากเปลี่ยนน้ำยาล้างสีตามขั้นตอน ส่วนผลิตภัณฑ์ Protein Electrophoresis Gel Stains จาก Merck/Sigma-Aldrich ครอบคลุมตั้งแต่ CBB R-250 ไปจนถึงแบบเงินและฟลูออเรสเซนซ์ ทำให้คุณสามารถเลือกสีย้อมให้ตรงกับจุดประสงค์การใช้งานในแค็ตตาล็อกเดียว
ควรเลือกสีย้อมแบบไหน?
- สำหรับการตัดจุดและวิเคราะห์ MS
- เหมาะสำหรับการเปรียบเทียบเชิงปริมาณที่มีช่วงเชิงเส้นกว้าง
- สำหรับเจลวิเคราะห์ทั่วไปที่ต้องการความไว 10–250 ng
- สำหรับโปรตีนที่มีความเข้มข้นต่ำมาก 1–10 ng/spot
- ใช้โปรโตคอล Silver stain ที่รองรับ MS หากต้องนำจุดไปวิเคราะห์ต่อ
- ไม่แนะนำสำหรับการเปรียบเทียบเชิงปริมาณแบบกว้างเนื่องจากช่วงเชิงเส้นแคบ
- ความไวสูงสุดและช่วงเชิงเส้นกว้างที่สุด
- สำหรับการทดลอง Multiplex DIGE ร่วมกับการติดฉลาก Cy dye
- ต้องมีเครื่องถ่ายภาพที่รองรับฟลูออเรสเซนซ์
หลังจากย้อมและล้างสีเสร็จ ให้บันทึกภาพด้วย densitometer หรือเครื่องสแกนฟลูออเรสเซนซ์ที่ผ่านการสอบเทียบ โดยใช้การตั้งค่าเครื่องที่เหมือนกันทุกเจลในชุดการทดลอง จุดที่สัญญาณอิ่มตัว (saturated) จะไม่สามารถคำนวณเชิงปริมาณได้อย่างแม่นยำและต้องทำการทดลองใหม่โดยลดปริมาณการโหลด
เคล็ดลับและข้อควรระวังเพื่อให้ได้เจล 2D ที่สม่ำเสมอ
เคล็ดลับประสิทธิภาพสำหรับแผนที่ 2D ที่ทำซ้ำได้
- ปรับปริมาณโปรตีนให้เหมาะกับความไวของสีย้อม: การโหลดเกินทำให้จุดซ้อนทับกัน; โหลดน้อยไปจะทำให้โปรตีนเข้มข้นต่ำมองไม่เห็น
- ล้างแถบ IPG strip ในบัฟเฟอร์ rehydration 5 นาทีก่อนใช้งานเพื่อขจัดสารกันเสียที่อาจรบกวนการโฟกัส
- ใช้ DTT สด และ iodoacetamide สด ในขั้นตอน equilibration แยกกัน; อย่าผสมรวมในบัฟเฟอร์เดียว
- ปิดทับแถบด้วยน้ำมันแร่สะอาดเพื่อป้องกัน Urea ตกผลึกและระเหยระหว่างการทำ rehydration ข้ามคืน
- มาตรฐานการรัน IEF คือค่าเป้าหมาย kVh ไม่ใช่เวลาบนนาฬิกา; ความซับซ้อนของโปรตีนและค่าความนำไฟฟ้าล้วนส่งผลต่อเวลาที่ใช้
- ทดลองเบื้องต้นด้วยช่วง pH 2 ช่วงกับตัวอย่างของคุณเพื่อยืนยันการกระจายของจุดก่อนทำชุดการทดลองเต็มรูปแบบ
- ใส่ Protein Markers ในช่องอ้างอิงบนทุกเจลมิติที่สองเพื่อให้สามารถเปรียบเทียบมวลได้อย่างสม่ำเสมอ
- บันทึกความแปรปรวนระหว่างเจลด้วยตัวอย่างมาตรฐานที่โหลดทุกครั้ง; วิธีนี้ช่วยเผยการเปลี่ยนแปลงของสารเคมีล็อตใหม่ก่อนที่จะส่งผลกระทบต่องานวิจัย
ความเสถียรของสารเคมีสำคัญไม่แพ้โปรโตคอล เตรียมบัฟเฟอร์ที่มี Urea สดใหม่ทุกสัปดาห์ เก็บ ampholytes ที่ 4°C ให้พ้นแสง เก็บ DTT แยกส่วนในปริมาณใช้ครั้งเดียวที่ -20°C ป้องกัน iodoacetamide จากแสงตลอดเวลา; หากพบว่าบัฟเฟอร์มีสีเหลือง ตกตะกอน หรือมีกลิ่นแปลก ให้ทิ้งทันทีเพราะนั่นบ่งบอกถึงการเสื่อมสภาพซึ่งจะลดประสิทธิภาพการทำ alkylation
การแก้ไขปัญหาทั่วไปใน 2D electrophoresis
| ปัญหา | สาเหตุที่เป็นไปได้ | วิธีแก้ไข |
|---|---|---|
| เส้นเปื้อนแนวนอนหลัง IEF | เกลือ กรดนิวคลีอิก หรือลิพิดเกิน; ความนำไฟฟ้าสูงเกินไปจนโฟกัสไม่ได้ | ทำความสะอาดด้วย TCA/acetone ซ้ำ; ยืนยันการกำจัดเกลือ; ลดปริมาณโหลด; เพิ่มค่า kVh รวม |
| เส้นเปื้อนแนวตั้งหลัง SDS-PAGE | ทำ alkylation ไม่สมบูรณ์; cysteines เกิด oxidation ซ้ำกลายเป็นเส้นเปื้อนในมิติที่สอง | ตรวจสอบว่าการรีดิวซ์ด้วย DTT สมบูรณ์ก่อนขั้นตอน iodoacetamide; ใช้สารสด; บ่มในแต่ละขั้นตอน 10 ถึง 15 นาทีให้ครบ |
| แถบโค้ง (Smiling) | วาง strip ไม่สมดุลบนเจล SDS-PAGE; เจลร้อนเกินไประหว่างรัน | จัดวาง strip ใหม่ให้ตรงตลอดความกว้างเจล; ทำให้ถังอิเล็กโทรฟอเรซิสเย็นลง; ลดแรงดันไฟฟ้าการรัน |
| จุดขาดหายที่ปลายด้านด่างหรือกรด | เลือกช่วง pH ไม่เหมาะกับโปรตีนเป้าหมาย; โฟกัสไม่ถึงที่ช่วง pH สุดขั้ว | เปลี่ยนไปใช้ช่วง pH ที่ครอบคลุมค่า pI ของโปรตีนเป้าหมาย; เพิ่ม kVh รวม; ใช้แถบช่วงแคบสำหรับจุดที่ต้องการ |
| จุดเบลอหรือยืดออก | เกิด carbamylation จากบัฟเฟอร์ Urea เก่า; ทำ rehydration เกินหรืออุณหภูมิสูงไประหว่าง IEF | เตรียมบัฟเฟอร์ Urea ใหม่; รักษาอุณหภูมิ IEF ที่ 20°C; อย่ารันเกินค่า kVh ที่แนะนำ |
| จำนวนจุดรวมน้อย | ปริมาณโหลดโปรตีนไม่พอ; สีย้อมไม่ไวพอต่อโปรตีนเข้มข้นต่ำ; ประสิทธิภาพ lysis ต่ำ | เพิ่มปริมาณโหลดสำหรับเจลเตรียมการ (สูงสุด 800 µg); เปลี่ยนไปใช้ Silver stain หรือฟลูออเรสเซนซ์; ปรับปรุงโปรโตคอล lysis และตรวจสอบปริมาณโปรตีน |
คำถามที่พบบ่อย
ผลิตภัณฑ์ที่แนะนำ
ผลิตภัณฑ์ทั้งหมดด้านล่างจัดจำหน่ายผ่าน Chemical Express Thailand ส่งคำถาม สำหรับราคา ความพร้อมจำหน่าย หรือคำแนะนำทางเทคนิค
ผลิตภัณฑ์แนะนำจาก Chemical Express
เราจัดส่งผลิตภัณฑ์ 2D Electrophoresis จาก Merck, TCI และ MedChemExpress (MCE) และแบรนด์ชั้นนำระดับสากลอื่นๆ หลากหลายชนิดทั่วประเทศไทย สอบถามหรือสั่งซื้อได้ผ่านแบบฟอร์มสอบถาม หรือพูดคุยกับเราได้ทันทีทาง LINE
English 
Thai